Produção de biocelulose utilizando resíduos agroindustriais: influência das condições de processo

Pedro Victor Maciel Pozzani;
Leticia Giuliani Yashiki;
Suzana Maria Ratusznei;
José Alberto Domingues Rodrigues

Neste trabalho avaliou-se a influência das condições de cultivo na produção de biocelulose por Gluconacetobacter hansenii (ATCC 23769) utilizando resíduos agroindustriais. Inicialmente foram realizados cultivos estáticos nos meios: soro de leite (S), melaço (M) e vinhaça/soro (V/S), em batelada (B) e em batelada alimentada (BA), em erlenmeyers de 250 mL contendo 50 mL dos meios de cultivo. Na operação em batelada alimentada (BA), o período entre alimentações foi de três dias, adicionando-se, de forma não asséptica, substrato sobre as películas formadas. Na sequência, foram realizados cultivos estáticos em meio soro de leite (S) em batelada alimentada (BA), em biorreatores contendo de 640 a 750 mL, nos quais a alimentação foi realizada de forma asséptica. Na Condição S/BA/750, foram efetuadas cinco alimentações de substrato sobre as películas formadas, o que resultou na formação de novas películas. As alimentações foram realizadas próximas às paredes do biorreator o que implicou acúmulo de meio nessa região, fazendo com que parte da película submergisse. Esse cultivo com duração de 30 dias resultou em massa de biocelulose por área disponível para crescimento de 1,59 mg/cm². Na Condição S/BA/640, realizaram-se 8 alimentações, que resultavam na formação de novas películas. A alimentação foi feita próxima ao centro do biorreator o que permitiu uma distribuição mais uniforme do substrato, evitando o acúmulo de líquido e submersão de partes das películas formadas, resultando em menor tempo de crescimento das novas películas. Após 41 dias de cultivo, a massa de biocelulose por área disponível para crescimento foi de 2,31 mg/cm². Comparando-se esses valores com os obtidos para a operação em batelada (0,20 a 1,20 mg/cm²), verificou-se ser possível aumentar de forma significativa a massa de biocelulose na operação com alimentações sucessivas de substrato sobre as películas formadas, devido à melhoria da disponibilidade do substrato aos microrganismos.

1 Introdução

Atualmente, existem diversos subprodutos da agroindústria que têm potencial para serem reaproveitados em outros cenários. Segundo Tsouko et al. (2015), o potencial apresentado por esses resíduos agroindustriais está relacionado com suas características que os tornam ótimos substratos para os processos biotecnológicos. Assim, em função do grande volume gerado do conteúdo de matéria orgânica e de nutrientes, tem-se a possibilidade de utilização por vários grupos de microrganismos, os quais os convertem, por diversas rotas metabólicas, em produtos com agregado valor comercial.

Os setores industriais estão cada vez mais focados no desenvolvimento de processos que utilizam recursos renováveis e fornecem produtos competitivos para satisfazer as necessidades do mercado. Um tópico que chama a atenção nesse sentido é a produção de biomateriais. Esses biomateriais são provenientes de sistemas orgânicos vivos, como culturas agrícolas, e fornecem benefícios interessantes, como a adequação ambiental, menores custos de produção, entre outros. Desses biomateriais destaca-se a biocelulose, ou celulose bacteriana, com propriedades estruturais e mecânicas únicas (Al-Abdallah e Dahman, 2013). Esse biomaterial tem ampla utilização em diversos setores industriais, como: indústrias de alimentos nas embalagens, nos produtos farmacêuticos atuando como curativos para a pele, na área de eletroeletrônicos, no diafragma para fones de ouvido da multinacional japonesa Sony, e como base para compósitos pela inserção de prata, fosfato, pectina, amido, termoplásticos, ouro em condutividade elétrica, sílica, entre outras aplicações (De Souza e Garcia-Cruz, 2004; Domini et al., 2010).

Apesar do seu potencial para aplicações, o alto custo da produção da celulose bacteriana e sua baixa produtividade são as principais desvantagens, o que dificulta a implementação industrial. Recentemente, muitos estudos têm sido realizados buscando o desenvolvimento de meios de fermentação econômicos para sua produção, incentivando a utilização de resíduos e subprodutos industriais, como substrato, podendo melhorar a competitividade do custo da produção da biocelulose. Nesse sentido, os subprodutos/resíduos agroindustriais têm potencial para serem utilizados na produção de biocelulose, dentre os quais se destacam o soro de leite, o melaço e a vinhaça (Tsouko et al., 2015).

O soro de leite é produzido durante a coagulação da caseína do leite numa das etapas de produção do queijo. Como é produzido em grandes quantidades (9 kg de soro/kg de queijo) e tem alta carga poluidora (30 a 50 gDBO/L), pode representar um problema ambiental significativo. No entanto, este mantém muitos dos nutrientes do leite, incluindo proteínas funcionais, peptídeos, lipídios, lactose, vitaminas e minerais. Por isso possui vasto potencial em processos biológicos (Guimarães et al., 2010).

O melaço é um subproduto da agroindústria açucareira disponível a um custo relativamente baixo. Ele apresenta um ótimo potencial como fonte de carbono para o metabolismo microbiano, devido à presença de grande quantidade de açúcares fermentescíveis e minerais, tais como o manganês, o zinco, o potássio, o sódio, o fósforo, entre outros (Feltrin et al., 2000).A vinhaça é um resíduo da indústria de produção de etanol que também pode ser utilizada como substrato em processos microbiológicos. Sua riqueza nutricional está ligada à origem do mosto (Rossetto, 1987). A sua demanda química de oxigênio (DQO) pode variar de 80-130 g/L dependendo da matéria-prima e do processo produtivo do etanol, sendo gerada na proporção de 12 a 15 litros para cada litro de etanol produzido (Rossetto, 1987).

Nesse contexto, este trabalho teve como objetivo utilizar subprodutos/resíduos agroindustriais (soro de leite, melaço e vinhaça) como substratos alternativos visando diminuir os custos de produção de biocelulose. Além disso, verificar a influência da estratégia de alimentação, batelada e batelada alimentada, na produção de biocelulose, por Gluconacetobacter hansenii (ATCC 23769).

2 Material e Métodos

2.1 Equipamentos

A produção de biocelulose foi realizada em: (i) erlenmeyers; (ii) biorreator BIOFLO 2000 da “New Brunswick Scientific” com capacidade de 10 L, diâmetro de 20 cm e área superficial de 314 cm², e (iii) biorreator BIOLAFITE da “New Brunswick Scientific” com capacidade de 1,85 L, diâmetro de 12 cm e área superficial de 113 cm².

2.2 Inóculo

O inóculo era composto de cultura pura de Gluconacetobacter hansenii (ATCC 23769), adquirida da Coleção de Culturas Tropical (CCT) da Fundação André Tosello de Pesquisa e Tecnologia – SP, e foi preservada em geladeira (4 °C), em tubos de ensaio contendo meio cultura sólido Manitol inclinado.

2.3 Meios de Cultivo

O meio Manitol, utilizado para a preservação do G. hansenii, era composto de: D-manitol: 25,0 g/L; bacto-peptona: 3,0 g/L; extrato de levedura: 5,0 g/L; ágar: 15,0 g/L.

O meio Hestrin e Schramm (HS) (Hestrin e Schramm, 1954), utilizado no preparo do inóculo e também como meio-padrão para a produção da biocelulose, era composto de glicose: 20,0 g/L; bacto-peptona: 5,0 g/L; extrato de levedura: 5,0 g/L; ácido cítrico: 1,15,0 g/L e Na2HPO4: 2,7 g/L.

Os meios melaço (M), soro de leite (S), vinhaça e soro de leite (V/S) tinham a mesma composição do meio HS, alterando-se somente a fonte de carbono glicose por, respectivamente, melaço, soro de leite, e vinhaça (75 %) e soro de leite (25 %).

Ressalta-se que foi utilizado soro de leite industrial desidratado (ELEGÊ BRASIL FOODS S.A, 2018) com teor de umidade de 2 % com a seguinte composição: proteínas (11%); glicídios (76%); lipídeos (1%) e outros (12%), cuja dissolução foi feita com água de torneira. O melaço e a vinhaça foram provenientes de uma usina de açúcar e álcool, cuja diluição foi feita com água de torneira.

Os meios de cultivo, após seu preparo, foram autoclavados (autoclave modelo Fabre Primar Industrial LTDA-103) por 15 minutos a 121°C e 1 kgf/cm².

2.4 Análises Físico-Químicas

A determinação da concentração de matéria orgânica foi realizada através da demanda química de oxigênio (DQO), de acordo com o Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (1995). Na determinação da concentração de carboidratos foi utilizado o método do fenol e ácido sulfúrico (Dubois et al., 1956).

2.5 Procedimento Experimental

Preparo do Inóculo e Inoculação

O inóculo foi preparado com G.hansenii (ATCC 23769) propagado em meio ágar manitol sólido inclinado. Com o auxílio de uma alça de platina, retiraram-se três alçadas de microrganismo, o qual foi transferido para 50 mL de meio HS contido em erlenmeyer de 250 mL, sendo cultivado por 24h a 30ºC e 150 rpm.

Os meios de cultivo contido nos erlenmeyers e nos biorreatores foram inoculados, de forma asséptica, respectivamente com 10,0 mL e 200 mL da suspensão de G. hansenii pré-cultivado por 24h a 30ºC e 150 rpm.

Produção de celulose bacteriana

Na Tabela 1 são apresentadas as condições de cultivo estático da celulose bacteriana realizada em batelada (B) e em alimentada (BA) nos meios de cultivo, S, M e V/S, na qual se têm, também, as concentrações iniciais de substrato (CS0), o volume de meio (Vmeio), o volume de reator (Vreator) e tempo total de cultivo (t). O cultivo foi realizado de modo estático, em temperatura ambiente descrito a seguir:

(i) em batelada (B) (Condições S/B/50; M/B/50 e VS/B/50) e em batelada alimentada (BA) (Condições S/BA/50; M/BA/50 e VS/BA/50) em erlenmeyers de 250 mL (Vreator), com diâmetro de 8 cm e área superficial de 50,27 cm², contendo 50 mL (Vmeio). Para as condições em batelada alimentada, o volume alimentado (VA) foi de 3,0 mL e o período entre as alimentações (PEA) foi de três dias;

(ii) em batelada alimentada (BA) em biorreator BIOFLO 2000 de 10 L contendo 750 mL (Vmeio). O volume alimentado (VA) foi de 8,75 mL; o período entre as alimentações (PEA), de 4,75 dias e a vazão de alimentação, de 2,0 mL/min (Condição S/BA/750);

(iii) em batelada alimentada (BA) em biorreator BIOLAFITE de 1,85 L contendo 560 mL (Vmeio). O volume alimentado (VA) foi de 7,62 mL; o período entre as alimentações (PEA) foi de 4,0 dias e a vazão de alimentação, de 3,65 mL/min (Condição S/BA/640).

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Tratamento da Celulose Bacteriana

Após o cultivo, as películas de biocelulose foram removidas do meio e lavadas com água. A seguir, foram imersas em solução de NaOH (0,3 N) por 24h (Park et al., 2003; Jung et al., 2005; Shezad et al., 2009; Shah et al., 2010). Na sequência, foram lavadas novamente com água, até que todo o NaOH fosse removido e foram secas em estufa por 5h a 105ºC.

Além disso, após a remoção das películas de biocelulose, amostras do meio de cultivo residual foram retiradas para análise das concentrações de matéria orgânica (na forma de DQO) e de carboidratos.

3 Resultados e Discussão

A Tabela 2 e as Figuras 1 e 2 apresentam os resultados de massa de biocelulose (MC) e de massa de biocelulose por área disponível para crescimento (MCA) em função: (i) do meio de cultivo, ou seja, soro de leite (S), melaço (M) e vinhaça/soro (VS); (ii) da estratégia de alimentação, ou seja, batelada (B) ou batelada alimentada (BA); (iii) do volume de meio de cultivo, ou seja, 50; 100; 640 ou 750 mL; (iv) do período entre as alimentações (PEA) e (v) do tempo de cultivo (t).

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A Figura 3(a) e a Figura 3(b) apresentam as películas de biocelulose obtidas na Condição S/BA/750. A Figura 3(c) e a Figura 3(d) apresentam as películas de biocelulose obtidas na Condição S/BA/640 e a Figura 3(e) e a Figura 3(f) apresentam as películas obtidas na Condição S/B/100 (Daneliczen et al., 2017).

Comparando-se os valores de massa de biocelulose (MC) e de massa de biocelulose por área disponível para crescimento (MCA) para o cultivo em batelada (B) para diferentes meios de cultivo (S, M ou VS) e volume de meio (50 e 100 mL), verifica-se que os valores obtidos foram próximos, com vantagem para a Condição M/B/50, ou seja, meio melaço e volume de 50 mL. Comparando-se os valores de massa de biocelulose (MC) e de massa de biocelulose por área disponível para crescimento (MCA) para o cultivo em batelada (B) para o meio soro de leite (S) e volumes de meio de 50 e 100 mL, verifica-se que os valores obtidos foram próximos, com vantagem para a Condição S/B/50 (presente trabalho) em relação a S/B/100 (Daneliczen et al., 2017). Daneliczen et al. (2017) utilizaram erlenmeyers de 500 mL (Vreator), com diâmetro de 9,5 cm e área superficial de 70,88 cm², contendo 100 mL (Vmeio) de meio soro de leite (S).

Comparando-se os valores de massa de biocelulose (MC) para o cultivo em batelada (B) e em batelada alimentada (BA), para diferentes meios de cultivo (S, M ou VS) e volume de meio (50, 100, 640 e 750 mL), verifica-se que o melhor valor obtido foi para a Condição S/BA/750, ou seja, para o meio soro de leite, com volume de 750 mL. Esse melhor resultado foi decorrente de uma área disponível para crescimento maior, ou seja, uma disponibilidade maior de área para contato com o oxigênio para o G. hansenii. Além disso, a operação em batelada alimentada possibilitou uma maior disponibilidade de substrato, ao G. hansenii, em relação à operação em batelada, na qual era necessária a difusão de substrato pela membrana de biocelulose, para que ele fosse disponibilizado ao microrganismo. Ressalta-se que esses fatores implicaram a formação de novas películas num tempo reduzido, se comparado à operação em batelada.

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A massa total de celulose (MC) obtida, após 30 dias de cultivo, foi de 0,4995 g e a massa de celulose por área disponível para o crescimento (MCA), de 1,59 mg/cm2 (Tabela 2). Essas massas correspondem às massas de várias películas de biocelulose individuais conforme é possível verificar-se nas Figuras 3(a) e 3(b). Comparando-se os valores de massa de biocelulose obtida (0,4995 g) com os valores para os ensaios realizados em batelada (0,01 a 0,06 g), verifica-se que houve um aumento expressivo. Esse aumento é decorrente da maior área disponível para o crescimento, além das sucessivas alimentações de substrato na operação em batelada alimentada, o que favoreceu a formação de novas películas de biocelulose. Enfatiza-se que a alimentação em batelada alimentada foi realizada na superfície da película já formada, o que favoreceu a formação de novas películas em menor tempo, em função da disponibilidade de substrato (Hsieha et al., 2016). O substrato disponível deve difundir pela membrana de biocelulose à medida que é formada, para o microrganismo ter acesso àquele. À medida que a espessura da película aumenta, a difusão do substrato é mais lenta, o que dificulta a formação subsequente de biocelulose, mesmo aumentando-se o tempo de cultivo (Hsieha et al., 2016).Fazendo a mesma análise, porém em relação aos valores de massa de biocelulose por área disponível para crescimento (MCA), verifica-se que o melhor valor obtido foi para a Condição S/BA/640, ou seja, para o meio soro de leite com volume de 640 mL. Daneliczen et al. (2017) observaram que, no caso do meio soro de leite, a formação da película de biocelulose é função também da área para ancoragem da película. Ou seja, numa área menor há mais pontos para ancoragem. Dessa forma, uma área menor favoreceu a formação de película mais homogênea e menos susceptível à submersão, o que implicou maior valor de massa de biocelulose por área disponível para crescimento (MCA). A massa total de celulose (MC) obtida, após 41 dias de cultivo, foi de 0,2615 g e a massa de celulose por área disponível para o crescimento (MCA), de 2,31 mg/cm2 (Tabela 2). Essas massas correspondem às massas de várias películas de biocelulose individuais como se pode verificar nas Figuras 3(c) e 3(d).

Na Condição S/BA/640, a alimentação em batelada alimentada foi realizada na superfície da película já formada, conforme procedimento realizado na Condição S/BA/750. Houve, porém, uma modificação na localização da tubulação que permitia as referidas alimentações. A tubulação foi posicionada no centro do biorreator, conforme se apresenta na Figura 3(c), visando a uma distribuição mais uniforme do substrato, evitando o acúmulo de líquido em determinadas regiões do biorreator o que implicava submersão de partes das primeiras películas formadas na Condição S/BA/750. Esse procedimento foi efetivo, conforme se verifica na Figura 3(c), em que se pode observar as películas formadas sem submersão até a base do biorreator, como no caso da Condição S/BA/750 [Figuras 3(a) e 3(b)]. A alimentação na região central do biorreator implicou menor perturbação nas películas formadas, o que resultou num menor tempo de crescimento das novas películas. O período médio entre as alimentações foi de quatro dias – tempo menor, quando comparado ao da Condição S/BA/750.

Frisa-se que, além de a menor área possibilitar um acesso maior às paredes, a presença das tubulações (necessárias para alimentação, descarga, medidas de temperatura, serpentina para aquecimento e resfriamento) e placas defletoras presentes no biorreator também implicaram maiores pontos para ancoragem das películas, o que contribuiu para a obtenção de maior número delas e, consequentemente, maior massa.

Comparando-se os valores obtidos nas condições S/BA/640 e S/BA/750, verifica-se que foram bastante superiores ao obtido por Daneliczen et al., 2017. Obteve-se aumento de 2500% (S/BA/750) e 1300% (S/BA/640) para as massas de biocelulose (MC) e de 530% (S/BA/750) e 770% (S/BA/640) para as massas de biocelulose por área disponível para crescimento (MCA).

Quanto ao consumo de matéria orgânica e de carboidratos, para os ensaios realizados em erlenmeyers (S/B/50; M/B/50; VS/B/50; S/BA/50 e VS/BA/50) não foi possível verificar alterações significativas na concentração final deles, o que poderia indicar um baixo consumo. Deve se levar em consideração, porém, a duração dos ensaios de 30 dias, o que leva a uma perda significativa de água por evaporação e implica alteração na concentração final. Dessa forma, a perda de água dos meios por evaporação impossibilitou a obtenção de valores efetivos de concentração de matéria orgânica e de carboidratos. A Tabela 3 e as Figuras 4 e 5 apresentam os resultados de concentração de matéria orgânica (CMO), de carboidratos (CC), o tempo de cultivo (t) e o período entre as alimentações (PEA) nas Condições S/BA750 e S/BA/640 nas Etapas I (B), II (BA) e (III) (B).

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Na Condição S/BA/750, após a inoculação (t = 0 h), só foi possível verificar o início da formação da película no quarto dia de cultivo. Do quarto ao oitavo dia de cultivo, a película tornou-se mais homogênea e espessa, recobrindo toda a superfície do meio de cultivo. Assim, no oitavo dia houve a retirada de amostra para análise da concentração de matéria orgânica e de carboidratos. Após a retirada dessa amostra, houve a primeira alimentação de substrato em batelada alimentada. O período, desde a inoculação até a primeira alimentação, consistiu na Etapa I, e o sistema foi operado em batelada (B). Na Etapa II, o sistema foi operado em batelada (BA). Houve quatro alimentações sucessivas de substrato, as quais foram realizadas à medida que uma nova película era formada. Assim, o período entre as alimentações (PEA) foi de 9, 5, 2 e 3 dias. Antes das alimentações, eram retiradas amostras para análise da concentração de substrato. Nas Figuras 3(a) e 3(B) é possível se verificarem as películas formadas. A Etapa III, realizada em batelada (B), consistiu de três dias e ocorreu em sequência à última alimentação, feita após 27 dias de cultivo. As medidas de concentrações de substrato foram realizadas antes das alimentações, no caso da Etapa II, cuja operação se deu em batelada alimentada (BA).

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Na Condição S/BA/640, após a inoculação do meio (t = 0 h), só foi possível verificar o início da formação da película no quarto dia de cultivo. Do quarto ao oitavo dia de cultivo, a película tornou-se mais homogênea e espessa, recobrindo toda a superfície do meio de cultivo. A operação foi análoga à da Condição S/BA/750, com diferença apenas na Etapa II, na qual foram realizadas sete alimentações sucessivas de substrato com período entre as alimentações (PEA) de 2, 3, 5 e 6 dias. Em sequência à última alimentação, após 36 dias de cultivo, iniciou-se a Etapa III, realizada em batelada (B).

Ressalta-se que a alimentação realizada na região central do biorreator, implicou menor perturbação nas películas formadas, o que resultou em menor tempo de crescimento das novas películas. O período médio entre as alimentações foi de quatro dias, menor quando comparado ao da Condição S/BA/750. Evidencia-se, também, que as películas formadas eram mais homogêneas, comparadas às obtidas nos ensaios anteriores.

Nas condições S/BA/750 e S/BA/640, nas Etapas I, II e III, a análise do consumo de substrato foi dificultada uma vez que: (i) houve alimentação de substrato; (ii) houve evaporação de água durante o cultivo; (iii) houve retirada de amostras, aproximadamente 4 mL nas duas primeiras alimentações, e 10 mL nas demais e (iv) o sistema não era homogeneizado para não perturbar a película. Dessa forma, todos esses fatores dificultaram a obtenção dos valores efetivos de concentração de substrato. As concentrações de matéria orgânica e de carboidratos não apresentaram variação considerável, já que o consumo de substrato foi baixo.

5 Conclusões

No estudo da influência das condições de produção de biocelulose, utilizando-se resíduos agroindustriais (melaço, soro de leite e vinhaça), foi possível verificar que se obtiveram os maiores valores de massa de biocelulose para cultivo estático, na operação em batelada alimentada, na qual se conseguiram películas de 0,4995 g e de 0,2615 g para volumes de meio de cultivo de 750 e 640 mL, respectivamente, em meio soro de leite. Esses resultados estão relacionados com uma área maior disponível para o crescimento à maior disponibilidade de substrato, o que favoreceu a formação de novas películas em menor tempo. Dessa forma, verifica-se que foi possível aumentar de forma significativa a massa de biocelulose em relação à obtida na operação em batelada, mostrando que a estratégia de alimentação, além da área disponível para o crescimento, pode impactar consideravelmente a produção da biocelulose.

O melhor valor de massa de biocelulose por área disponível para crescimento foi de 2,31 mg/cm2, para a condição em batelada alimentada com volume de meio de 640 mL, e meio soro de leite. Nesse caso, houve influência tanto das condições de cultivo quanto de uma superfície para a ancoragem da película de celulose. O comportamento irregular do crescimento da película foi amenizado no biorreator de menor área pela maior possibilidade de acesso às paredes do biorreator para fixação do biofilme. Com relação ao consumo de substrato, não foi possível se obterem valores efetivos de concentração devido à evaporação durante o cultivo, das retiradas de amostras e da não homogeneidade do sistema por ser estático.

6 Agradecimentos

Os autores agradecem à FAPESP, CNPq e CAPES o auxílio financeiro.

7 Referências Bibliográficas

AL-ABDALLAH, W.; DAHMAN, Y. (2013) Production of green biocellulose nanofibers by Gluconacetobacter xylinus through utilizaing the renewable resources of agriculture residues. Bioprocess and Biosystems Engineering, 36, 1735-1743.

DANELICZEN, F.; FARIA, G.M.; DA SILVA, L.I.C.; UEDA, L.K. (2017) Produção de Celulose Bacteriana Utilizando Resíduos Agroindustriais. Trabalho de Conclusão de Curso, Escola de Engenharia Mauá, São Caetano do Sul, SP.

DE SOUZA, D.M.; GARCIA-CRUZ, C.H. (2004) Fermentative production of exocellular polysaccharides by bacteria. Semina: Ciências Agrárias, 25, 331-340.

DONINI, I.A.; DE SALVI, D.T.B.; FUKUMOTO, F.K.; LUSTRI, W.R.; BARUD, H.S.; MARCHETTO, R.; MESSADDEQ, Y.; RIBEIRO, S.J.L (2010) Biossíntese e recentes avanços na produção de celulose bacteriana. Eclética Química, 35, 165-178.

DUBOIS, S.M.; GILLES, K.A.; HAMILTON, J.L.; REBERS, P.A.; SMITH, F. (1956) Colorimetric Methods for Determination of Sugar and Related Substance. Analytical Chemistry, 228, 13-21.

FELTRIN, V.P. et al. (2000) Produção de Lactobacillus plantarum em melaço de cana-de-açúcar. Brazilian Archives of Biology and Technology, 43.

GUIMARÃES, P. M. R.; TEIXEIRA, J. A.; DOMINGUES, L. (2010) Fermentation of lactose to bio-ethanol by yeasts as part of integrated solutions for the valorisation of cheese whey. Biotechnology Advances, 28, 375-384.

HESTRIN, S.; SCHRAMM, M. (1954). Preparation of freeze-dried cells capable of polymerizing glucose to cellulose. Biochemistry Journal, 58, 345-352.

HORNUNG, M.; LUDWIG, M.; SCHMAUDER H.P. (2007) Optimizing the Production of Bacterial Cellulose in Surface Culture, Part III: A novel aerosol bioreactor working on a fed batch principle, Engeenering Life Science, 7, 35-41.

HSIEHA, J.; WANGB, M.; LAIC, J.; LIUA, H. (2016) A Novel Static Cultivation Of Bacterial Cellulose Production By Intermittent Feeding Strategy. Taiwan Institute of Chemical Engineers, 63, 46-5.

JUNG, J.Y.; PARK, J.K.; CHANG, H.N. (2005) Bacterial cellulose production by Gluconacetobacter hansenii in an agitated culture without living non-cellulose producing cells. Enzyme and Microbial Technology, 37, 347-354.

PARK, J.K.; PARK, Y.H.; JUNG, J.Y. (2003) Production of bacterial cellulose by Gluconacetobacter hansenii PJK isolated from rotten apple. Biotechnology and Bioprocess Engineering, 8, 83-88.

ROSSETTO, A.J. (1987) Utilização agronômica dos subprodutos e resíduos. Cana-de-açúcar: cultivo e utilização. 435-504.

SHAH, N.; HA, J. H.; PARK, J. K. (2010) Effect of Reactor Surface on Production of Bacterial Cellulose and Water-Soluble Oligosaccharides by Gluconacetobacter hansenii PJK. Biotechnology and Bioprocess Engineering, 15, 110-118.

SHEZAD, O.; KHAN, S.; KHAN, T.; PARK, J.K. (2009) Production of bacterial cellulose in static conditions by a simple fed-batch cultivation strategy. Korean Journal of chemistry Engineering, 26, 1689-1692.

Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater (1995) 19th ed. American Public Health Association / American Water Works Association / Water Environment Federation, Washington, USA.

TSOUKO, E.; KOURMENTZA, C.; LADAKIS, D.; KOPSAHELIS, N.; MANDALA, I.; PAPANIKOLAOU, S.; PALOUKIS, F.; ALVES, V.; KOUTINAS, A. (2015) Bacterial cellulose production from industrial waste and by-product streams. International Journal of Molecular Sciences, 16, 14832-14849.

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